Аннотация

Введение. Одной из актуальных проблем медицины и биологии является использование растительных объектов в качестве промышленных продуцентов целевых метаболитов in vitro. Цель работы: состояла в изучении физико-химических свойств и биологической активности экстрактов из высушенной биомассы каллусных, суспензионных клеток и корневых культур in vitro.
Объекты и методы исследования. Лекарственные растения, произрастающие в Сибирском федеральном округе. Физико-химические свойства, такие как содержание золы, тяжелых металлов, органических растворителей, определялись стандартными методиками. Антимикробные свойства in vitro экстрактов определялись диффузионным методом и методом, основанным на измерении оптической плотности. В качестве условно-патогенных и патогенных тест-штаммов микроорганизмов использовались: E. coli ATCC 25922, S. aureus ATCC 25923, P. vulgaris ATCC 63, P. aeruginosa ATCC 9027, C. albicans ЭМТК 34. Используя МТТ-колориметрический метод, проводили определение количества жизнеспособных раковых клеток.
Результаты и их обсуждение. В работе представлены результаты исследования физико-химических свойств, показателей безопасности, антиоксидантной активности, антимикробной активности и противоопухолевых свойств экстрактов комплекса биологически активных веществ из высушенной биомассы каллусных, суспензионных культур клеток и корневых культур in vitro. Доказано, что максимальные антимикробные и цитотоксические свойства характерны для экстрактов из высушенной биомассы корневых культур in vitro лекарственных растений. Установлено, что они способны снижать выживаемость раковых клеток до 24,8–36,8 %.
Выводы. Полученные результаты свидетельствуют о том, что экстракты из высушенной биомассы каллусных, суспензионных культур клеток и корневых культур in vitro левзеи сафлоровидной (Leuzea carthamoides L.), родиолы розовой (Rhodiola rosea L.), шлемника байкальского (Scutellaria baicalensis L.), шлемника андрахновидного (Scutellaria andrachnoides L.), шлемника обыкновенного (Scutellaria galericulata L.), лапчатки белой (Potentilla alba L.) и женьшеня (Panax L.) могут быть использованы для производства фармацевтических препаратов и биологически активных добавок противоопухолевого, антимикробного и антиоксидантного действия.

Ключевые слова

Лекарственные растения, биологически активные добавки, клетки растений, культура клеток, бактерии

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Plant cell culture as emerging technology for production of active cosmetic ingredients / V. Georgiev, A. Slavov, I. Vasileva [et al.] // Engineering in Life Sciences. – 2018. – Vol. 18, № 11. – P. 779–798. DOI: https://doi.org/10.1002/elsc.201800066.
2. Shikonin production by callus culture of onosma bulbotrichom as active pharmaceutical ingredient / F. Bagheri, R. Tahvilian, N. Karimi [et al.] // Iranian Journal of Pharmaceutical Research. – 2018. – Vol. 17, № 2. – P. 495–504.
3. Espinosa-Leal, C. A. In vitro plant tissue culture: means for production of biological active compounds / C. A. Espinosa-Leal, C. A. Puente-Garza, S. García-Lara // Planta. – 2018. – Vol. 248, № 1. DOI: https://doi.org/10.1007/s00425-018-2910-1.
4. High production of bioactive depsides in shoot and callus cultures of Aronia arbutifolia and Aronia × prunifolia / A. Szopa, P. Kubica, A. Snoch [et al.] // Acta Physiologiae Plantarum. – 2018. – Vol. 40, № 3. DOI: https://doi.org/10.1007/s11738-018-2623-x.
5. Effect of plant growth regulators on coloured callus formation and accumulation of azadirachtin, an essential biopesticide in Azadirachta indica / S. Ashokhan, R. Othman, M. H. A. Rahim [et al.] // Plants. – 2020. – Vol. 9, № 3. DOI: https://doi.org/10.3390/plants9030352.
6. Plants of the Russian Federation pharmacopeia: an unexhausted natural products research opportunity? / E. Chupakhin, O. Babich, A. Prosekov [et al.] // Natural Product Research. – 2020. DOI: https://doi.org/10.1080/14786419.2020.1727474.
7. Identification and quantification of phenolic compounds of Western Siberia Astragalus danicus in different regions / O. Babich, A. Prosekov, A. Zaushintsena [et al.] // Heliyon. – 2019. – Vol. 5, № 8. DOI: https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2019.e02245.
8. Extracts of Rhodiola rosea L. and Scutellaria galericulata L. in functional dairy products / A. V. Zaushintsena, E. N. Bruhachev, O. V. Belashova [et al.] // Foods and Raw Materials. – 2020. – Vol. 8, № 1. – P. 163–170. DOI: https://doi.org/10.21603/2308-4057-2020-1-163-170.
9. Maackia amurensis agglutinin discriminates between normal and chronic leukemic human lymphocytes / M. Benallal, H. Zotter, R. M. Anner [et al.] // Biochemical and Biophysical Research Communications. – 1995. – Vol. 209, № 3. – P. 921–929. DOI: https://doi.org/10.1006/bbrc.1995.1586.
10. Two isoprenoid-substituted isoflavans from roots of Maackia tenuifolia / J.-F. Zeng, G.-L. Li, X. Xu [et al.] // Phytochemistry. – 1996. – Vol. 43, № 4. – P. 893–896. DOI: https://doi.org/10.1016/0031-9422(96)00294-4.
11. Absolute configuration of (–) -lusitanine, a new lupin alkaloid in maackia species / K. Saito, T. Yoshino, S. Tsai [et al.] // Chemical and Pharmaceutical Bulletin. – 1987. – Vol. 35, № 3. – P. 1308–1310. DOI: https://doi.org/10.1248/cpb.35.1308.
12. Lupin alkaloids from Chinese Maackia hupehensis / Y.-H. Wang, J.-S. Li, H. Kubo [et al.] // Chemical and Pharmaceutical Bulletin. – 1999. – Vol. 47, № 9. – P. 1308–1310. DOI: https://doi.org/10.1248/cpb.47.1308.
13. Cytotoxic prenylated flavonoids from the stem bark of Maackia amurensis / X. Li, D. Wang, M. Xia [et al.] // Chemical and Pharmaceutical Bulletin. – 2009. – Vol. 57, № 3. – P. 302–306. DOI: https://doi.org/10.1248/cpb.57.302.
14. Li, X. A new cytisine-type alkaloid from the stem bark of Maackia amurensis / X. Li, D. Wang, Z. Cui // Natural Product Research. – 2010. – Vol. 24, № 16. – P. 1499–1502. DOI: https://doi.org/10.1080/14786410903265561.
15. Isoflavonoid composition of a callus culture of the relict tree Maackia amurensis Rupr. et Maxim / S. A. Fedoreyev, V. P. Bulgakov, O. V. Grishchenko [et al.] // Journal of Agricultural and Food Chemistry. – 2008. – Vol. 56, № 16. – P. 7023–7031. DOI: https://doi.org/10.1021/jf801227q.
16. Callus cell proliferation from broccoli leaf slice using IBA and BAP in vitro culture: Its biochemical and antioxidant properties / A. B. M. Sharif Hossain, I. Haq, N. A. Ibrahim [et al.] // Data in Brief. – 2016. – Vol. 6. – P. 214 – 220. DOI: https://doi.org/10.1016/j.dib.2015.11.061.
17. Efferth, T. Biotechnology applications of plant callus cultures / T. Efferth // Engineering. – 2019. – Vol. 5, № 1. – P. 50–59. DOI: https://doi.org/10.1016/j.eng.2018.11.006.
18. Study of callus induction and cell culture to secondary metabolite production in Hyssopus officinalis L. / G. Pakseresht, D. Kahrizi, M. Mansouri [et al.] // Journal of Reports in Pharmaceutical Sciences. – 2016. – Vol. 5, № 2. – P. 104–111.
19. Production of callus biomass and antioxidant secondary metabolites in black cumin / A. Bibi, M. A. Khan, M. Adil [et al.] // Journal of Animal and Plant Sciences. – 2018. – Vol. 28, № 5. – P. 1321–1328.
20. Ali, A. M. A. Total phenolic and flavonoid contents and antioxidant activity of ginger (Zingiber officinale Rosc.) rhizome, callus and callus treated with some elicitors / A. M. A. Ali, M. E. M. El-Nour, S. M. Yagi // Journal of Genetic Engineering and Biotechnology. – 2018. – Vol. 16, № 2. – P. 677–682. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jgeb.2018.03.003.
21. Ainsworth, E. A. Estimation of total phenolic content and other oxidation substrates in plant tissues using Folin-Ciocalteu reagent / E. A. Ainsworth, K. M. Gillespie // Nature Protocols. – 2007. – Vol. 2, № 4. – P. 875–877. DOI: https://doi.org/10.1038/nprot.2007.102.
22. Determination of flavonoids as complexes with Al3+ in microemulsion media by HPLC method with fluorescence detection / A. Pirogov, L. Sokolova, E. Sokerina [et al.] // Journal of Liquid Chromatography and Related Technologies. – 2016. – Vol. 39, № 4. – P. 220–224. DOI: https://doi.org/10.1080/10826076.2016.1147462.
23. Antioxidant potential in callus culture of Artemisia amygdalina Decne / R. Rasool, B. A. Ganai, A. N. Kamili [et al.] // Natural Product Research. – 2012. – Vol. 26, № 22. – P. 2103–2106. DOI: https://doi.org/10.1080/14786419.2011.617749.
24. Antioxidative effects of hesperetin against lead acetate-induced oxidative stress in rats / J. Wang, H. Zhu, Z. Yang [et al.] // Indian Journal of Pharmacology. – 2013. – Vol. 45, № 4. – P. 395–398. DOI: https://doi.org/10.4103/0253-7613.115015.
25. Molecular mechanisms behind the biological effects of hesperidin and hesperetin for the prevention of cancer and cardiovascular diseases / A. Roohbakhsh, H. Parhiz, F. Soltani [et al.] // Life Sciences. – 2015. – Vol. 124. – P. 64–74. DOI: https://doi.org/10.1016/j.lfs.2014.12.030.
26. Antioxidant and anti-inflammatory properties of the citrus flavonoids hesperidin and hesperetin: an updated review of their molecular mechanisms and experimental models / H. Parhiz, A. Roohbakhsh, F. Soltani [et al.] // Phytotherapy Research. – 2015. – Vol. 29, № 3. – P. 323–331. DOI: https://doi.org/10.1002/ptr.5256.
27. Hesperidin and rutin, antioxidant citrus flavonoids, attenuate cisplatin-induced nephrotoxicity in rats / K. M. Kamel, O. M. Abd El-Raouf, S. A. Metwally [et al.] // Journal of Biochemical and Molecular Toxicology. – 2014. – Vol. 28, № 7. – P. 312–319. DOI: https://doi.org/10.1002/jbt.21567.