Аннотация

Морские двустворчатые моллюски характеризуются повышенным содержанием полиненасыщенных жирных кислот. В Средиземном и Чёрном морях к потенциально промысловым относится моллюск Cerastoderma glaucum, который содержит омега-3, омега-6 и омега-9 жирные кислоты. Однако липидный состав этого вида гидробионтов слабо изучен. При определении общих липидов, их классов и состава жирных кислот стандартные методы часто необходимо адаптировать к особенностям объекта исследования и имеющейся приборной базе. Цель работы – предложить вариант комплексной методики определения липидов гидробионтов на примере двустворчатого моллюска C. glaucum.
Объектом исследования была сумма мягких тканей моллюска C. glaucum, распространенного в зоне псевдолиторали на песочно-иловом грунте Севастопольского побережья Чёрного моря. Применяли хроматографические методы установления общих липидов, разделения их на классы (фосфолипиды, моноглицериды, диглицериды, стеролы, триацилглицерины) и последующего денситемтрического определения с использованием планшетного сканера и программы ТСХ менеджер 4.0.2.3D. Исследование состава жирных кислот с помощью хромато-масс-спектрометрического метода проводили для общих липидов.
В работе привели методические указания по адаптации известных методов в липидологии по определению общих липидов, их классов и жирнокислотного состава в тканях моллюсков C. glaucum. Описали метод определения общих липидов. Показали подготовку оборудования и реактивов для разделения общих липидов на классы методом многомерной тонкослойной хроматографии. Представили авторскую схему хроматографических ванн для осуществления ступенчатого разделения. Провели денситометрическое измерение. Привели примеры хроматограммы жирных кислот и масс-спектров. Предложили вариант проведения пробоподготовки к определению жирных кислот в общих липидах методом газовой хроматографии, который отличается минимальной потерей нативной структуры веществ и является более мягким по сравнению с широко применяемым методом дериватизации проб.
Применение предлагаемого метода для определения липидов моллюсков является экономичным и менее затратным по времени и реактивам. Метод рекомендуется использовать для небольших лабораторий, занимающихся фундаментальными исследованиями энергетики организмов или в прикладных целях для сравнительных анализов гидробионтов.

Ключевые слова

Общие липиды, классы липидов, тонкослойная хроматография, денситограмма, хроматограмма, хромато-масс-спектрометрия, моллюски

ФИНАНСИРОВАНИЕ

Работа выполнена по теме № 121041400077-1 государственного задания Института биологии южных морей имени А. О. Ковалевского РАН (ФИЦ ИнБЮМ) «Функциональные, метаболические и токсикологические аспекты существования гидробионтов и их популяций в биотопах с различным физико-химическим режимом». В работе использовано оборудование ЦКП «Молекулярная структура вещества» Севастопольского государственного университета (СевГУ).

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Parnova RG. Lipids as signaling platforms and signaling molecules. Journal of Evolutionary Biochemistry and Physiology. 2020;56(7):824–825. (In Russ.). https://doi.org/10.31857/S0044452920072176
2. Lisovaya EV, Viktorova EP, Sverdlichenko AV, Zhane MR. Effect of ultrasonic exposure on the efficiency of de-oiling fluid lecithins. Food Processing: Techniques and Technology. 2023;53(3):445–454. (In Russ.). https://doi.org/10.21603/2074-9414-2023-3-2447
3. Bakaytis VI, Golub OV, Miller YuYu. Fresh and processed wild Cantharellus cibarius L. growing in West Siberia: food value. Foods and Raw Materials. 2021;9(2):234–243. https://doi.org/10.21603/2308-4057-2021-2-234-243
4. Fokina NN, Ruokolainen TR, Nemova NN, Martynova DM, Sukhotin AA. Fatty acids distribution in seston, tissues, and faecal pellets of blue mussels Mytilus edulis L. Doklady Biochemistry and Biophysics. 2020;495(1):624–631. (In Russ.). https://doi.org/10.31857/S2686738920060074
5. Mahony KE, Egerton S, Lynch SA, Blanchet H, Goedknegt MA, Groves E, et al. Drivers of growth in a keystone fished species along the European Atlantic coast: The common cockle Cerastoderma edule. Journal of Sea Research. 2022;179. https://doi.org/10.1016/j.seares.2021.102148
6. Carss DN, Brito AC, Chainho P, Ciutat A, de Montaudouin X, Otero RMF, et al. Ecosystem services provided by a non-cultured shellfish species: The common cockle Cerastoderma edule. Marine Environmental Research. 2020;158. https://doi.org/10.1016/j.marenvres.2020.104931
7. Kopiy VG, Bondarenko LV. Atlas of the inhabitants of the pseudo-littoral of the Sea of Azov – Black Sea coast of Crimea. Sevastopol: IBSS; 2020. 120 p. (In Russ.). https://doi.org/10.21072/978-5-6044865-1-1
8. Bejaoui S, Chaâbane M, Fouzai C, Chetoui I, Chalbi E, Nechi S, et al. Exploring the impacts of mercury chloride exposure on fatty acids profile, oxidative stress response and histomorphological aspect of Cerastoderma edule detoxifying organs. Ecological Indicators. 2020;118. https://doi.org/10.1016/j.ecolind.2020.106798
9. Folch J, Lees M, Sloane Stanley CH. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissue. Journal of Biological Chemistry. 1957;226(1):497–509. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)64849-5
10. Mikryakov DV, Mikryakov VR, Gordeev II. Lipid composition and oxidation processes in the blood and internal organs of the Antarctic toothfish Dissostichus mawsoni Norman, 1937 (Nototheniidae). Russian Journal of Marine Biology. 2021;47(3):160–166. (In Russ.). https://doi.org/10.31857/S0134347521030098
11. Копытов Ю. П. Новый вариант тонкослойной хроматографии липидов и углеводородов // Экология моря. 1983. Т. 13. С. 76–80. https://elibrary.ru/YURATJ
12. Murzina SA, Pekkoeva SN, Churova MV, Nefedova ZA, Filippova KA, Falk-Petersen S, et al. Daily dynamics of lipids and fatty acids and the activity of enzymes of the energy and carbohydrate metabolism in young fish of the daubed shanny Leptoclinus maculatus (Fries, 1838) at different developmental stages during polar night. Ontogenez. 2020;51(2):143–153. (In Russ.). https://doi.org/10.31857/S047514502002007X
13. Merdzhanova A, Panayotova V, Dobreva D, Bratoeva K, Makedonski L. Health-beneficial properties of Black Sea shellfish for the Bulgarian consumers. Proceedings of the Nutrition Society. 2020;79. https://doi.org/10.1017/S0029665120005285
14. Eibler D, Krüger S, Skírnisson K, Vetter W. Combined thin layer chromatography and gas chromatography withmass spectrometric analysis of lipid classes and fatty acids inmalnourished polar bears (Ursus maritimus) which swam to Iceland. Journal of Chromatography B. 2017;1046:138–146. https://doi.org/10.1016/j.jchromb.2017.01.043
15. Воронин А. В. Денситометрическое определение некоторых лекарственных веществ в крови // Медицинский вестник Башкортостана. 2018. Т. 13. № 2. С. 40–43. https://elibrary.ru/USBUNE
16. Ренкевич А. Ю., Куликов А. Ю. Разработка и валидация методики количественного определения 4-аминобутановой кислоты в таблетках алендроната натрия методом мицеллярной тонкослойной хроматографии // Методы и объекты химического анализа. 2013. Т. 8. № 4. С. 199–206.
17. Zakharenko AM, Kirichenko KYu, Vakhniuk IA, Golokhvast KS. Supercritical extraction technology of obtaining polyunsaturated acids from starfish (Lysastrosoma anthosticta Fisher, 1922). Food Processing: Techniques and Technology. 2021;51(4):753–758. https://doi.org/10.21603/2074-9414-2021-4-753-758
18. Chen C, Li R, Wu H. Recent progress in the analysis of unsaturated fatty acids in biological samples by chemical derivatization-based chromatography-mass spectrometry methods. Journal of Chromatography B. 2023;1215. https://doi.org/10.1016/j.jchromb.2022.123572
19. Juarez M, Polvillo O, Contò M, Ficco A, Ballico S, Failla S. Comparison of four extraction/methylation analytical methods to measure fatty acid composition by gas chromatography in meat. Journal of Chromatography A. 2008;1190(1–2):327–332. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2008.03.004
20. Irwinda R, Hiksas R, Siregar AA, Saroyo YB, Wibowo N. Long-chain polyunsaturated fatty acid (LC-PUFA) status in severe preeclampsia and preterm birth: A cross sectional study. Scientific Reports. 2021;11. https://doi.org/10.1038/s41598-021-93846-w
21. Qiu J, Ji Y, Fang Y, Zhao M, Wang S, Ai Q, et al. Response of fatty acids and lipid metabolism enzymes during accumulation, depuration and esterification of diarrhetic shellfish toxins in mussels (Mytilus galloprovincialis). Ecotoxicology and Environmental Safety. 2020;206. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2020.111223
22. Panayotova V, Merdzhanova A, Stancheva R, Dobreva DA, Peycheva K, Makedonski L. Farmed mussels (Mytilus galloprovincialis) from the Black Sea reveal seasonal differences in their neutral and polar lipid fatty acids profile. Regional Studies in Marine Science. 2021;44. https://doi.org/10.1016/j.rsma.2021.101782
23. Hernando M, de Troch M, de la Rosa F, Giannuzzi L. Fatty acid response of the invasive bivalve Limnoperna fortuneifed with Microcystis aeruginosa exposed to high temperature. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology and Pharmacology. 2021;240. https://doi.org/10.1016/j.cbpc.2020.108925
24. Fiorini R, Ventrella V, Trombetti F, Fabbri M, Pagliarani A, Nesci S. Lipid-protein interactions in mitochondrial membranes from bivalve mollusks: Molecular strategies in different species. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology. 2019;227:12–20. https://doi.org/10.1016/j.cbpb.2018.08.010
25. Anganea M, Gupta S, Fletcher GC, Summers G, Hedderley DI, Quek SY. Effect of air blast freezing and frozen storage on Escherichia coli survival, n-3 polyunsaturated fatty acid concentration and microstructure of Greenshell™ mussels. Food Control. 2020;115. https://doi.org/10.1016/j.foodcont.2020.107284
26. Peñuela-Jiménez JH, Guevara M, Saucedo PE, Núñez MP, Troccoli L, Freites L. Influence of contrasting environmental variables on the fatty acid profile of the winged oyster Pteria colymbus. Regional Studies in Marine Science. 2021;41. https://doi.org/10.1016/j.rsma.2020.101603
27. Chaâbanea M, Bejaoui S, Trabelsi W, Telahigue K, Chetoui I, Chalghaf M, et al. The potential toxic effects of hexavalent chromium on oxidative stress biomarkers and fatty acids profile in soft tissues of Venus verrucosa. Ecotoxicology and Environmental Safety. 2020;196. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2020.110562
28. Almutairi AW, El-Sayed AE-KB, Reda MM. Combined effect of salinity and pH on lipid content and fatty acid composition of Tisochrysis lutea. Saudi Journal of Biological Sciences. 2020;27(12):3553–3558. https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2020.07.027