Аннотация

Дикие копытные животные являются подходящими объектами экологического мониторинга в части состояния и каче- ства окружающей среды. На примере представителей семейства оленьих рассмотрена возможность применения морфоло- гических и гистологических структур печени для оценки благополучия популяций, существующих в условиях действия неблагоприятных экологических факторов антропогенного и природного происхождения. Гистологическим методом исследованы образцы печени трех видов диких копытных животных – благородного оленя (Cervus elaphus, Linnaeus, 1758), пятнистого оленя (Cervus nippon, Temminck, 1837) и лани (Dama dama, Linnaeus, 1758), добытых в процессе охоты в зимний период по разрешениям на научный отстрел на территории двух неграничащих рай- онов Смоленской области. Гистосрезы изучали с помощью микроскопа MEIJI TECHNO с использованием программного обеспечения Vision Bio (Epi). Статистическую обработку проводили общепринятыми методами с применением корреля- ционного и однофакторного дисперсионного анализа. Нулевую гипотезу отклоняли на уровне значимости менее 0,05. Результаты исследования продемонстрировали, что в качестве индикаторов пригодны показатели структуры печеночных балок, кровеносных сосудов, очагов некроза, воспалений. На уровне клеток можно оценить количество в поле зрения, структуру, форму и соотношение одно-, двуядерных гепатоцитов, их ядер и цитоплазмы. Диагностическое значение могут иметь площади клеток, ядер, цитоплазмы, значение ядерно-цитоплазматического индекса. По ряду параметров имеются половозрастные отличия. Выявлены достоверные взаимосвязи изучаемых показателей. У животных, обитающих в территориально неграничащих районах, установлена сходная гистологическая картина с присутствием патологических трансформаций, включая некротические очаги, появление двуядерных гепатоцитов. Выявлены нарушения структуры печеночных балок и микроциркуляторного русла. Полученные результаты направлены на решение актуальной научной проблемы оценки благополучия популяций хозяй- ственно важных видов животных в зависимости от условий окружающей природной среды. Создание системы экологи- ческого мониторинга, в котором дикие копытные животные могут рассматриваться как биологические индикаторы этой оценки, поможет усовершенствовать систему наблюдения за состоянием биоты и ее качественными параметрами, обеспечить благополучие поголовья и высокое качество получаемой продукции. Полученные значения гистоморфометрических показателей могут быть использованы для формирования референтных значений в градиенте норма – патология.

Ключевые слова

Благородный олень, пятнистый олень, лань, печень, гистопатология, морфология, гепатоцит, индикаторы

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Yegorova NYu, Solovyov VA, Sergeev AA, Shiryaev VV. Prospects of breeding ungulate animals kept in openair cage (aviary breeding) and some features of agricultural landscape management. Dalnevostochnyj agrarnyj vestnik. 2019;(4):54–59. https://doi.org/10.24411/1999-6837-2019-14052; https://elibrary.ru/JWHJEB
2. Данилкин А. А. Дикие копытные в охотничьем хозяйстве (основы управления ресурсами). М.: ГЕОС, 2006. 366 с.
3. Савенко В. С. Геохимический взгляд на биологическую эволюцию: естественный отбор на уровне биогеоценозов // Доклады международной конференции. Смоленск, 2006. С. 28–29.
4. Тютиков С. Ф. Биологический мониторинг. Использование диких животных в биогеохимической индикации. М.: Юрайт, 2022. 230 с..
5. Tripodi MA, Andrioli NB, Suárez OV. Genotoxicity evaluation using micronucleus test in Rattus norvegicus captured in urban ecosystems of Buenos Aires, Argentina. Environmental Science and Pollution Research. 2020;27:27626–27634. https://doi.org/10.1007/s11356-020-08897-9
6. Sánchez-Chardi A, Nadal J. Bioaccumulation of metals and effects of a landfill in small mammals. Part I. The greater white-toothed shrew, Crocidura russula. Chemosphere. 2007;68(4):703–711. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere. 2007.01.042
7. Lopes PA, Viegas-Crespo AM, Nunes AC, Pinheiro T, Marques C, Santos MC, et al. Influence of age, sex, and sexual activity on trace element levels and antioxidant enzyme activities in field mice (Apodemus sylvaticus and Mus spretus). Biological Trace Element Research. 2002;85(3):227–239. http://doi.org/10.1385/BTER:85:3:227
8. Świergosz-Kowalewska R, Bednarska A, Kafel A. Glutathione levels and enzyme activity in the tissues of bank vole Clethrionomys glareolus chronically exposed to a mixture of metal contaminants. Chemosphere. 2006;65(6):963–974. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2006.03.040
9. Nunes AC, Mathias ML, Crespo AM. Morphological and haematological parameters in the Algerian mouse (Mus spretus) inhabiting an area contaminated with heavy metals. Environmental Pollution. 2001;113(1):87–93. https://doi.org/10.1016/ S0269-7491(00)00159-7
10. Reynolds KD, Schwarz MS, McFarland CA, McBride T, Adair B, et al. Northern pocket gophers (Thomomys talpo- ides) as biomonitors of environmental metal contamination. Environmental Toxicology and Chemistry. 2006;25(2):458–469. https://doi.org/10.1897/05-130R1.1
11. Rogival D, Scheirs J, De Coen W, Verhagen R, Blust R. Metal blood levels and hematological characteristics in wood mice (Apodemus sylvaticus L.) along a metal pollution gradient. Environmental Toxicology and Chemistry. 2006;25(1):149–157. https://doi.org/10.1897/04-659R1.1
12. Токсические поражения печени при острых отравлениях и эндогенной интоксикации (обзор литературы) / Р. Н. Акалаев [и др.] // Вестник экстренной медицины. 2020. Т. 13. № 6. С.95–102.]. https://elibrary.ru/POGNNX
13. Damek-Poprawa M, Sawicka-Kapusta K. Histopathological changes in the liver, kidneys, and testes of bank voles environmentally exposed to heavy metal emissions from the steelworks and zinc smelter in Poland. Environmental Research. 2004;96(1):72–78. https://doi.org/10.1016/j.envres.2004.02.003
14. Pereira R, Pereira ML, Ribeiro R, Gonçalves F. Tissues and hair residues and histopathology in wild rats (Rattus rattus L.) and Algerian mice (Mus spretus Lataste) from an abandoned mine area (Southeast Portugal). Environmental Pollution. 2006;139(3):561–575. https://doi.org/10.1016/j.envpol.2005.04.038
15. Sánchez-Chardi A, Ribeiro CAO, Nadal J. Metals in liver and kidneys and the effects of chronic exposure to pyrite mine pollution in the shrew Crocidura russula inhabiting the protected wetland of Doñana. Chemosphere. 2009;76(3):387–394. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2009.03.036
16. Nur ARN, Yuli HE, Maftuch. Analysis of histopathology and heavy metals contents of cadmium (Cd) in Tilapia (Oreochromis niloticus) in downstream at the Rejoso River of Pasuruan Regency, East Java, Indonesia. Russian Journal of Agricultural and Socio-Economic Sciences. 2021;11(119):220–228. https://doi.org/10.18551/rjoas.2021-11.25
17. Fazlieva AS, Karimov DO, Daukaev RA, Kurilov MV, Ziatdinova MM, Valova YV, et al. Accumulation of cadmium in organs of experimental animals and its effect on the content of essential elements in the chronic intoxication. Hygiene and Sanitation, Russian Journal. 2021;100(11):1303–1339. (In Russ.). https://doi.org/10.47470/0016-9900-2021-100-11-1303-1309; https://elibrary.ru/NGZHSI
18. Abdel-Halim KY. Biomarkers in Ecotoxicological Research Trails. Journal of Forensic Science and Toxicology. 2018;1(1):1005.
19. Laishev KA, Samandas AM, Prokudin AV, Romanenko TM, Goncharov VV, Muhamadeeva TV. Veterinary and zootechnical problems of reproduction in the northern reindeer and their solutions. Achievements of Science and Technology of AICis. 2013;(11): 42–45. (In Russ.). [Ветеринарные и зоотехнические проблемы воспроизводства в северном оленеводстве и пути их решения / К. А. Лайшев [и др.] // Достижения науки и техники АПК. 2013. № 11. С. 42–45.]. https://elibrary. ru/rknccp
20. Новак Г. В. Морфологическая характеристика печени и селезенки северных оленей при содержании на разных типах кормления в зимний период в условиях Ямала: дис. … канд. ветеринар. наук. Уфа. 2016. 136 с.]. https://elibrary.ru/ZQIGWH
21. Parker KL, Barboza PS, Gillingham MP. Nutrition integrates environmental responses of ungulates. Functional Ecology. 2009;23(1)57–69. https://doi.org/10.1111/j.1365-2435.2009.01528.x
22. Давыдова Ю. А., Нестеркова Д. В., Мухачева С. В. Особенности гепатоцитов европейского крота, рыжей полевки и малой лесной мыши // Теоретические проблемы экологии и эволюции: Шестые Любищевские чтения, 11-й Всероссийский популяционный семинар и Всероссийский семинар «Гомеостатические механизмы биологических систем» с общей темой «Проблемы популяционной экологии» / Под ред. Г. С. Розенберга. Тольятти: Кассандра, 2015. С. 110–113. https://elibrary.ru/WFUNKT
23. Parra CA, Duarte A, Luna RS, Wolcott DM, Weckerly FW. Body mass, age, and reproductive influences on liver mass of white-tailed deer (Odocoileus virginianus). Canadian Journal of Zoology. 2014;92(4):273–278. https://doi.org/10.1139/ cjz-2013-0201
24. Borges EM, Machado MRF, Oliveira FS, de Souza WM, Duarte JMB. Aspectos morfológicos do fígado do cervo do pantanal (Blastocerus dichotomus). Brazilian Journal of Veterinary Research and Animal Science. 2002;39(2):78–80. https:// doi.org/10.1590/S1413-95962002000200004
25. Zitare I, Pilmane M, Jemeljanovs A. Histomorphology of the digestive system of red deer (Cervus elaphus L.) in Latvia. Journal of Veterinary Medicine and Animal Health 2013;5(4):99–106. https://doi.org/10.5897/JVMAH12.036.
26. Montanholi YR, Haas LS, Swanson KC, Coomber BL, Yamashiro S, Miller SP. Liver morphometrics and metabolic blood profile across divergent phenotypes for feed efficiency in the bovine. Acta Veterinaria Scandinavica. 2017;59:24. https:// doi.org/10.1186/s13028-017-0292-1
27. Безель В. С. Экологическая токсикология: популяционный и биоценотический аспекты. Екатеринбург: Гощикий, 2006. 280 с..
28. Ивантер Э. В., Медведев Н. В. Экологическая токсикология природный популяций птиц и млекопитающих Севера. М.: Наука, 2007. 229 с.
29. Sanchez-Chardi A, Marques CC, Gabriel SI, Capela-Silva F, Cabrita AS, Lopez-Fuster MJ, et al. Haematology, genotoxicity, enzymatic activity and histopathology as biomarkers of metal pollution in the shrew Crocidura russula. Environmental Pollution. 2008;156(3):1332–1339. https://doi.org/10.1016/j.envpol.2008.02.026
30. Шварц С. С., Смирнов В. С., Добринский Л. Н. Метод морфофизиологических индикаторов в экологии наземных позвоночных // Труды Института экологии растений и животных УФ АН СССР. Свердловск. 1958. Вып. 58. 390 с..
31. Мяделец О. Д., Лебедева Е. И. Функциональная морфология и элементы общей патологии печени. Витебск: ВГМУ, 2018. 339 с. https://elibrary.ru/YXKBZJ
32. Murzina SA, Nefedova ZA, Pekkoeva SN, Nemova NN. Histomorphological structure of the liver in roach (Ruti- lus rutilus) and pike (Esox lucius) from lakes with different levels of anthropogenic impact. Ekologia. 2014;45(2):143–149. (In Russ.). https://doi.org/10.7868/S036705971402005X; https://elibrary.ru/RWZVTF
33. Damek-Poprawa M, Sawicka-Kapusta K. Damage to the liver, kidney, and testis with reference to burden of heavy metals in yellow-necked mice from areas around steelworks and zinc smelters in Poland. Toxicology. 2003;186:(1-2):1–10. https://doi.org/10.1016/S0300-483X(02)00595-4
34. Мавликеев М. О., Киясов А. П., Деев Р. В. Гистологическая техника в патоморфологической лаборатории. М.: Практическая медицина, 2023. 112 с.
35. Гистологическая техника / В. В. Семченко [и др.]. Омск-Орел: Омская областная типография, 2006. 290 с.
36. Veremeeva SA, Krasnolobova EP, Ivanyushina AM. On the issue of morphological and histological features of the internal organs of the siberian roe deer. Bulletin of Altai State Agricultural University. 2023;(8):57–64. (In Russ.). https:// doi.org/10.53083/1996-4277-2023-226-8-57-64; https://elibrary.ru/DBXXHA
37. Малофеев Ю. М., Рядинская Н. И., Чебаков С. Н. Морфология марала (Cervus Elapus Sibiricus Severtsov). Барнаул: АГАУ, 2014. 390 с.
38. Kuznetsov DN, Romashova NB, Romashov BV. Gastrointestinal nematodes of European roe deer (Capreolus Capreolus) in Russia. Russian Journal of Theriology. 2020;19(1):85–93. https://doi.org/10.15298/rusjtheriol.19.1.09; https:// elibrary.ru/URJYCK
39. Barrett KE. Functional anatomy of the liver and biliary system. In: Raff H, Levitzky MG, editors. Medical physiology: A systems approach. McGraw-Hill Professional Publishing New York, USA, 2011. рр. 559–565.
40. Ивантер Э. В., Коросов А. В. Элементарная биометрия. Петрозаводск: ПетрГУ, 2005. 104 с.
41. Zaitoun AA, Path FRC, Apelqvist G, Al-Mardini HA, Gray T, Bengtsson F, Record CO. Quantitative studies of liver atrophy after portacaval shunt in the rat. Journal of Surgical Research. 2006;131(2):225–232. https://doi.org/10.1016/ j.jss.2005.11.587
42. Федюк В. И., Казаков Д. Н. Цитологические аспекты диагностика заболеваний печени у собак // Практик. 2003. № 7-8. С. 98–101.
43. Автандилов Г. Г. Основы количественной патологической анатомии. М.: Медицина, 2002. 327 с.
44. Bergmane B, Bērziņa D, Visocka A. Histopathological changes in liver of elks with Parafasciolopsis fasciola- emorpha invasion. Research for rural development. 2019;1:262–264. https://doi.org/10.22616/rrd.25.2019.040
45. Filip KJ, Pyziel AM, Demiaszkiewicz AW. A massive invasion of Parafasciolopsis fasciolaemorpha in elk (Alces alces) in Lublin Province, Poland. Annals of Parasitology. 2016;62(2);107–110. https://doi.org/10.17420/ap6202.40
46. Rehbein S, Visser M. Sika Deer (Cervus nippon) are not “Dead-End Hosts” of the Giant Liver Fluke, Fascioloides magna (Bassi, 1875) Ward, 1917. Journal of Wildlife Diseases. 2022;58(1):194–197. https://doi.org/10.7589/JWD-D-21-00004
47. Matsuda K, Kogame S, Niki H, Saito M, Ishiguro Y, Sano Y. Gross and histological lesions in the livers of sika deer with particular emphasis on fascioliasis. The Journal of Veterinary Medical Science. 2020. 82(2):125–134. https://doi.org/ 10.1292/jvms.19-0544
48. Cullen JM, Stalker MJ. Liver and biliary system. In: Maxie MG, editors. Jubb, Kennedy, Palmer’s Pathology of Domestic Animals: Volume 2 (Sixth Edition). Elsevier, Canada. 2016. рр. 258–352. https://doi.org/10.1016/B978-0-7020- 5318-4.00008-5
49. Zaki SR, Alves VAF, Hale GL. Non-hepatotropic viral, bacterial, and parasitic infections of the liver. In: Burt AD, Ferrell LD, Hübscher SG, editors. MacSween’s Pathology of the Liver. Elsevier, Philadelphia. 2024. рр. 448–526. https://doi.org/ 10.1016/B978-0-7020-8228-3.00007-7
50. Quaglia A, Roberts EA, Torbenson M. Developmental and inherited liver disease. In: Burt AD, Ferrell LD, Hübscher SG, editors. MacSween’s Pathology of the Liver, 7th ed. Elsevier, Philadelphia. 2018. рр. 111–274. https://doi.org/10.1016/ B978-0-7020-6697-9.00003-0
51. Lamb J, Doyle E, Barwick J, Chambers M, Kahn L. Prevalence and pathology of liver fluke (Fasciola hepatica) in fallow deer (Dama dama). Veterinary Parasitology. 2021;293:109427. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2021.109427
52. Karimov F, Skovorodin E, Gimranov V, Bagautdinov A, Zhukov A. Pathomorphological and Morphometric Studies of Bovine Liver Infected with Fascioles. Advances in Animal and Veterinary Sciences. 2021;9(3):372–378. https:// doi.org/10.17582/journal.aavs/2021/9.3.372.378
53. Skovorodin E, Bronnikova G, Bazekin G, Dyudbin O, Khokhlov R. Antioxidant influence on poultry liver morphology and hepatocyte ultrastructure. Veterinary World. 2019;12(11):1716–1728. https://doi.org/10.14202/vetworld.2019.1716-1728
54. Sarkari B, Rezaei Z. Immunodiagnosis of human hydatid disease: Where do we stand? World Journal of Methodology. 2015;5(4):185–195. https://doi.org/10.5662/wjm.v5.i4.185
55. Pawłowski ZS, Eckert J, Vuitton DA, Ammann RW, Kern P, Craig PS, et al. Echinococcosis in humans B.: clinical aspects, diagnosis and treatment. In: Eckert J, Gemmell MA, Meslin F-X, Pawłowski ZS, editors. WHO/OIE manual on Echinococcosis in humans and animals: a public health problem of global concern. Paris: World Organization for Animal Health; 2001. рр. 20–69.
56. Çelebi Eroğlu A, Oruç E. Pathomorphological examination of hydatid cyst in lungs and livers of cattles slaughtered in a commerical abattoir in Eskisehir. Veterinary Journal of Mehmet Akif Ersoy University. 2023;8(2):61–68. https://doi.org/ 10.24880/maeuvfd.1180622
57. Damek-Poprawa M, Sawicka-Kapusta K. Histopathological changes in the liver, kidneys, and testes of bank voles environmentally exposed to heavy metal emissions from the steelworks and zinc smelter in Poland. Environmental Research. 2004;96(1):72–78. https://doi.org/10.1016/j.envres.2004.02.003
58. Jadhav SH, Sarkar SN, Aggarwal M, Tripathi HC. Induction of oxidative stress in erythrocytes of male rats sub- chronically exposed to a mixture of eight metals found as groundwater contaminants in different parts of India. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 2007;52:145–151. https://doi.org/10.1007/s00244-006-0053-z
59. Cygan-Szczegielniak D, Stasiak K. Effects of age and sex on the content of heavy metals in the hair, liver and the longissimus lumborum muscle of roe deer Capreolus capreolus L. Environmental Science and Pollution Research. 2022; 29:10782–10790. https://doi.org/10.1007/s11356-021-16425-6
60. Kasperczyk S, Błaszczyk I, Dobrakowski M, Romuk E, Kapka-Skrzypczak L, Adamek M, et al. Exposure to lead affects male biothiols metabolism. Annals of Agricultural and Environmental Medicine. 2013;20(4):721–725.
61. Zhai H, Chen C, Wang N, Chen Y, Nie X, Han B, et al. Blood lead level is associated with non-alcoholic fatty liver disease in the Yangtze River Delta region of China in the context of rapid urbanization. Environmental Health. 2017;16:93. https://doi.org/10.1186/s12940-017-0304-7
62. Page-Karjian A, Lo CF, Ritchie B, Harms CA, Rotstein DS, Han S, et al. Anthropogenic Contaminants and Histopathological Findings in Stranded Cetaceans in the Southeastern United States, 2012–2018. Frontiers in Marine Science. 2020;7:630. https://doi.org/10.3389/fmars.2020.00630
63. Omotoso BR, Abiodun AA, Ijomone OM, Adewole SO. Lead-induced damage on hepatocytes and hepatic reticular fibres in rats; protective role of aqueous extract of Moringa oleifera leaves (lam). Journal of Biosciences and Medicines. 2015;3:27–35. https://doi.org/10.4236/jbm.2015.35004
64. El-belbasy HI, Hussein MA, Alghitany MEM. Potential effects of cranberry extract against lead acetate-induced hepato-renal toxicity in rats. Advances in Animal and Veterinary Sciences. 2021;9(10):1669–1683. https://doi.org/10.17582/ journal.aavs/2021/9.10.1669.1683
65. Howerth EW, Nemeth NM, Ryser-Degiorgis MP. Cervidae. In: Terio KA, McAloose D, St Leger J, editors. Pathology of Wildlife and Zoo Animals. Elsevier academic Press. 2018. рр. 149–184. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-805306-5.00047-X
66. Jota Baptista C, Oliveira PA, Gonzalo-Orden JM, Fernandes G, Seixas F. Histopathology lesions in red deer (Cervus elaphus) from Idanha-a-Nova and Lousã (Portugal): preliminary results. Veterinarska Stanica. 2024;55(2):137–145. https:// doi.org/10.46419/vs.55.2.2
67. Beiglböck C, Steineck T, Tataruch F, Ruf T. Environmental cadmium induces histopathological changes in kidneys of roe deer. Environmental Toxicology and Chemistry. 2002;21(9):1811–1816. https://doi.org/10.1002/etc.5620210908
68. García-Márquez LJ, Ramírez-Romero R, Martínez-Burnes J, López-Mayagoitia A, Ruíz-Ramírez JA, Loman- Zúñiga EI, et al. Ataxia enzoótica por deficiencia de cobre en ciervo rojo (Cervus elaphus) cautivo en Colima, México. Revista Mexicana De Ciencias Pecuarias. 2022;12(4):1326–1337. https://doi.org/10.22319/rmcp.v12i4.5750
69. Peet RL, Hepworth K. Enzootic ataxia in red deer, Cervus elaphus. Australian Veterinary Journal. 1993;70(10):395–396. https://doi.org/10.1111/j.1751-0813.1993.tb00828.x
70. Vengust G, Svara T, Gombac M, Zele D. Enzootic ataxia associated with copper deficiency in a farmed red deer: a case report. Veterinarni Medicina. 2015;60(9):522–526. https://doi.org/10.17221/8444-VETMED
71. Josefsen TD, Sorensen KK, Mork T, Mathiesen SD, Ryeng KA. Fatal inanition in reindeer (Rangifer tarandus tarandus): pathological findings in completely emaciated carcasses. Acta Veterinaria Scandinavica. 2007;49(1):27. https:// doi.org/10.1186%2F1751-0147-49-27
72. de Oliveira AR, dos Santos DO, Pereira MdePM, de Carvalho TF, Tinoco HP, Pessanha AT, et al. A retrospective study of hepatic hemosiderosis and iron storage disease in several captive and free-ranging avian species. Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 2022;53(2):455–460. https://doi.org/10.1638/2021-0130
73. Burkhead JL, Collins JF. Nutrition Information Brief – Copper. Advances in Nutrition. 2022;13(2):681–683. https:// doi.org/10.1093/advances/nmab157
74. Harvey JW. Iron metabolism and its disorders. In: Kaneko JJ, Harvey JW, Bruss ML, editors. Clinical Biochemistry of Domestic Animals. San Diego: Academic Press, 2008. рр. 259–286. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-370491-7.00009-X
75. Kreutzer KV, Turk JR, Casteel SW. Clinical Biochemistry in Toxicology. In: Kaneko JJ, Harvey JW, Bruss ML, editors. Clinical Biochemistry of Domestic Animals. San Diego: Academic Press, 2008. рр. 821–837. https://doi.org/10.1016/ B978-0-12-370491-7.00029-5
76. Морфология печени крыс в условиях хронического эмоционально-болевого стресса на фоне введения дельта-сон индуцирующего пептида / А. Е. Белых [и др.] // Современные проблемы науки и образования. 2017. № 1. С. 49. https://elibrary.ru/XXNCEJ
77. Гусакова Е. А., Городецкая И. В. Влияние йодсодержащих тиреоидных гормонов на гистоструктуры печени крыс при стрессе // Вестник Смоленской государственной медицинской академии. 2013. Т. 12. № 4. С. 5–13. https://elibrary.ru/RVZEJD
78. Литвиненко А. Н., Зиновкин Д. А., Угольник Т. C. Морфологические и морфометрические параметры ткани печени лабораторных животных после моделирования хронического стресса // Проблемы здоровья и экологии. 2018. № 4. С. 56–60. https:/. elibrary.ru/YROLED
79. Солин А. В., Ляшев Ю. Д. Влияние опиоидных пептидов на морфологические изменения в печени крыс при длительном стрессе // Прикладные информационные аспекты медицины. 2016. Т. 19. № 4. С. 132–137. https://www.elibrary.ru/XEOHTR
80. Шепелева О. М., Бобынцев Я. И. Влияние пептида АКТГ4-7-ПГП (Семакса) на перекисное окисление липидов и состояние антиоксидантной системы печени при остром и хроническом иммобилизационном стрессе // Материалы X юбилейной международной научно-практической конференции молодых ученых-медиков. Курск, 2016. С. 445–448. https://elibrary.ru/WATKZD
81. Романова Л. П., Малышев И. И. Роль двуядерных гепатоцитов в регенерации печени после механической травмы в раннем онтогенезе у крыс // Вестник Чувашского университета. 2011. № 3. С. 398–402. https://elibrary.ru/ODANWR
82. Морфометрические параметры регенерации печени при частичной гепатэктомии и трансплантации мезенхимальных стволовых клеток в эксперименте / А. Г. Скуратов [и др.] // Вестник национальной академии науки Беларуси. Серия медицинских наук. 2016. № 4. С. 57–65. https:// elibrary.ru/XDDCSF
83. Andersen KJ, Knudsen AR, Wiborg O, Mortensen FV. Chronic stress does not impair liver regeneration in rats. Regenerative Medicine Research. 2015;3:2. https://doi.org/10.1186/s40340-015-0011-8
84. Zacs D, Rjabova J, Ikkere LE, Bavrins K, Bartkevics V. Brominated flame retardants and toxic elements in the meat and liver of red deer (Cervus elaphus), wild boar (Sus scrofa), and moose (Alces alces) from Latvian wildlife. Science of The Total Environment. 2018:621;308–316. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2017.11.247
85. Jadhav SH, Sarkar SN, Aggarwal M, Tripathi HC. Induction of oxidative stress in erythrocytes of male rats sub- chronically exposed to a mixture of eight metals found as groundwater contaminants in different parts of India. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 2007;52:145–151. https://doi.org/10.1007/s00244-006-0053-z
86. Thijssen S, Maringwa J, Faes C, Lambrichts I, Van Kerklove E. Chronic exposure of mice to environmentally relevant, low doses of cadmium leads to early renal damage, not predicted by blood or urine cadmium levels. Toxicology. 2007;229(1-2):145–156. https://doi.org/10.1016/j.tox.2006.10.011
87. Ivanova ЕS, Rumiantseva OY, Udodenko YG, Eltsova LS, Komov VT. Mercury content in the organs of small mammals in different geomorphological regions of the taiga zone of the European part of Russia. Ecosystem Transformation. 2023;6(5):118–133. (In Russ.). https://doi.org/10.23859/estr-230717; https://elibrary.ru/THOWQE
88. Petkovšek SAS, Kopušar N, Krystufek B. Small mammals as biomonitors of metal pollution: A case study in Slovenia. Reviews of Environmental Contamination and Toxicology. 2014;186:4261–4274. https://doi.org/10.1007/s10661-014-3696-7
89. Sanchez-Chardi A, Lopez-Fuster MJ, Nadal J. Bioaccumulation of lead, mercury, and cadmium in the greater whitetoothed shrew, Crocidura russula, from the Ebro Delta (NE Spain): sex- and age-dependent variation. Environmental Pollution. 2007;145(1):7–14. https://doi.org/10.1016/j.envpol.2006.02.033
90. Marques CC, Sanchez-Chardi A, Gabriel SI, Nadal J, Viegas–Crespo AM, Mathias ML. How does the greater white-toothed shrew, Crocidura russula, responds to long term heavy metal contamination? A case study. Science of the Total Environment. 2007;376(1-3):128–133. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2007.01.061
91. Medina MH, Correa JA, Barata C. Micro-evolution due to pollution: Possible consequences for ecosystem responses to toxic stress. Chemosphere. 2007;67(11):2105–2114. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2006.12.024
92. Wlostowski T, Krasowska A, Bonda E. An iron-rich diet protects the liver and kidneys against cadmium-induced injury in the bank vole (Clethrionomys glareolus). Ecotoxicology and Environmental Safety. 2003;54(2):194–198. https:// doi.org/10.1016/S0147-6513(02)00053-2