Аннотация

Экстракция считается начальным этапом в исследовании химического состава растительного материала. Сырые экстракты содержат биоактивные компоненты, широко используемые в фармацевтике, продуктах питания и пищевых добавках. Постоянно ведутся исследования по увеличению выхода биологически активных веществ из растительного сырья, в том числе и лекарственного, и по сокращению времени экстракции. Метод экстрагирования подбирают в зависимости от целевых веществ, которые необходимо извлечь, вида растительного сырья и строения его клеток. Оптимальные условия проведения процесса определяются в ходе эксперимента индивидуально для каждого вида растения. Цель данного исследования – выявление и оптимизация основных факторов экстракции биологически активных соединений из клеточных культур лекарственных растений с учетом технологических ограничений, обусловленных структурой и внутренним строением обрабатываемого объекта. Оптимизация процесса проводилась с помощью метода планирования эксперимента.
Исследуемые образцы – клеточные культуры Ginkgo biloba L., Pulmonaria officinalis L., Filipendula ulmaria L., Scutellaria baicalensis Georgi. Переменными для изучения оптимальных значений параметров экстракции являлись концентрация этилового спирта, температура и время экстракции. Для всех полученных экстрактов определяли оптическую плотность растворов с помощью спектрофотометрического анализа. Выполняли полный факторный эксперимент с тремя вариабельными параметрами. Дисперсионный анализ использовали для проверки соответствия математической модели, описывающей зависимость значений количества флавоноидов от основных параметров экстракции.
С помощью метода планирования эксперимента были проведены исследования, направленные на оптимизацию основных факторов экстракции биологически активных соединений из растительных клеточных культур лекарственных растений. Объемная доля растворителя – один из выявленных параметров, обеспечивающий максимально полный выход биологически активных соединений из клеточных культур растений, оказалась одинаковой для всех образцов – 70 % этиловый спирт. Оптимальное время и температура экстракции для каллусных культур Filipendula ulmaria L. и Scutellaria baicalensis Georgi равны 5 ч и 35 °С соответственно. Самыми экономическими выгодными параметрами экстракции являлись значения времени и температуры экстрактов для каллусных культур Pulmonaria officinalis L.: 2 ч, 30 °С. Для экстрагирования БАВ из экстрактов культур Ginkgo biloba L. оптимальными параметрами определили 6 ч и 55 °С.
Установлены параметры экстрагирования биологически активных соединений из клеточных культур растений, обеспечивающих максимальное извлечение флавоноидов. Результаты эксперимента могут быть использованы в дальнейших исследованиях.

Ключевые слова

Лекарственные растения, Ginkgo biloba L., Pulmonaria officinalis L., Filipendula ulmaria L., Scutellaria baicalensis Georgi, экстракция, биологически активные соединения, флавоноиды

ФИНАНСИРОВАНИЕ

Работа выполнена в рамках государственного задания по теме «Разработка биологически активных добавок, состоящих из метаболитов растительных объектов in vitro, для защиты населения от преждевременного старения» (проект FZSR-2024-0008).

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Матросова Ю. В., Овчинников А. А., Овчинникова Л. Ю., Брюханов Д. С., Ляпин О. А. и др. Использование в рационах кормления цыплят-бройлеров биологически активных веществ. Известия Оренбургского государственного аграрного университета. 2022. № 1. С. 287–289. https://doi.org/10.37670/2073-0853-2022-93-1-287-291
2. Кузнецов Н. М. Использование биологически активных веществ из сока алоэ вера (áloё vera) для производства медицинских пластырей. Природные ресурсы Земли и охрана окружающей среды. 2022. Т. 3. № 2. С. 71–73. https://elibrary.ru/CGHAEW
3. Кох Д. А., Кох Ж. А. Пектинсодержащий порошок из замороженных выжимок мелкоплодных яблок в производстве зернового хлеба. Ползуновский вестник. 2024. № 2. С. 118–123. https://doi.org/10.25712/ASTU.2072-8921.2024.02.015
4. Исмаилов В. Я., Пушня М. В., Родионова Е. Ю., Снесарева Е. Г. Разработка новых методов биологической защиты сои от основных вредителей: Сборник тезисов Краевой отчетной конф. грантодержателей Кубанского научного фонда. Сочи, 24–25 июня 2021 г. 2021. С. 148–150. https://elibrary.ru/PSQADF
5. Alara OR, Abdurahman NH, Ukaegbu CI. Extraction of phenolic compounds: A review. Current Research in Food Science. 2021;4:200–214. https://doi.org/10.1016/j.crfs.2021.03.011
6. Grillo G, Boffa L, Binello A, Mantegna S, Cravotto G, et al. Cocoa bean shell waste valorisation; extraction from lab to pilot-scale cavitational reactors. Food Research International. 2019;115:200–208. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2018.08.057
7. Титова Л. М., Алексанян И. Ю. Исследование кинетики процесса экстрагирования в технологии комплексной переработки цитрусовых. Вестник Астраханского государственного технического университета. 2013. № 1. С. 35–38. https://elibrary.ru/QAHLSH
8. Abubakar A, Haque M. Preparation of medicinal plants: Basic extraction and fractionation procedures for experimental purposes. Journal of Pharmacy and Bioallied Sciences. 2020;12(1):1–10. https://doi.org/10.4103/jpbs.JPBS_175_19
9. Ingle KP, Deshmukh AG, Padole DA, Dudhare MS, Moharil MP, et al. Phytochemicals: Extraction methods, identification, and detection of bioactive compounds from plant extracts. Journal of Pharmacognosy and Phytochemistry. 2017;6(1):32–36.
10. Azwanida NN. A review on the extraction methods use in medicinal plants, principle, strength, and limitation. Medicinal and Aromatic Plants. 2015;4(3):1–10. http://dx.doi.org/10.4172/2167-0412.1000196
11. Pandey A, Tripathi S. Concept of standardization, extraction and pre phytochemical screening strategies for herbal drug. Journal of Pharmacognosy and Phytochemistry. 2014;2(5):115–119.
12. Chávez-González ML, Sepúlveda L, Verma DK, Luna-García HA, Rodríguez-Durán LV, et al. Conventional and emerging extraction processes of flavonoids. Processes. 2020;8(4):434. https://doi.org/10.3390/pr8040434
13. Sanz V, Flórez-Fernández N, Domínguez H, Torres MD. Clean technologies applied to the recovery of bioactive extracts from Camellia sinensis leaves agricultural wastes. Food and Bioproducts Processing. 2020;122:214–221. https://doi.org/10.1016/j.fbp.2020.05.007
14. Motikar PD, More PR, Arya SS. A novel, green environment-friendly cloud point extraction of polyphenols from pomegranate peels: A comparative assessment with ultrasound and microwave-assisted extraction. Separation Science and Technology. 2021;56(6):1014–1025. https://doi.org/10.1080/01496395.2020.1746969
15. Petrotos K, Giavasis I, Gerasopoulos K, Mitsagga C, Papaioannou C, et al. Optimization of vacuum-microwave-assisted extraction of natural polyphenols and flavonoids from raw solid waste of the orange juice producing industry at industrial scale. Molecules. 2021;26(1):246. https://doi.org/10.3390/molecules26010246
16. Trujillo-Mayol I, Céspedes-Acuña C, Silva FL, Alarcón-Enos J. Improvement of the polyphenol extraction from avocado peel by assisted ultrasound and microwaves. Journal of Food Process Engineering. 2019;42(6):e13197. https://doi.org/10.1111/jfpe.13197
17. Rodríguez De Luna SL, Ramírez-Garza RE, Serna Saldívar SO. Environmentally friendly methods for flavonoid extraction from plant material: Impact of their operating conditions on yield and antioxidant properties. The Scientific World Journal. 2020;2020:6792069. https://doi.org/10.1155/2020/6792069
18. Majekodunmi SO. Review of extraction of medicinal plants for pharmaceutical research. Merit Research Journal of Medicine and Medical Sciences. 2015;3(11):521–527.
19. Hossain MA, Al-Hdhrami SS, Weli AM, Al-Riyami Q, Al-Sabahi JN. Isolation, fractionation and identification of chemical constituents from the leaves crude extracts of Mentha piperita L grown in sultanate of Oman. Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine. 2014;4(Suppl. 1):S368–S372. https://doi.org/10.12980/APJTB.4.2014C1051
20. Chemat F, Rombaut N, Sicaire AG, Meullemiestre A, Fabiano-Tixier AS, et al. Ultrasound assisted extraction of food and natural products. Mechanisms, techniques, combinations, protocols and applications. Ultrasonics Sonochemistry. 2017;34:540–560. https://doi.org/10.1016/j.ultsonch.2016.06.035
21. Gil-Martín E, Forbes-Hernández T, Romero A, Cianciosi D, Giampieri F, et al. Influence of the extraction method on the recovery of bioactive phenolic compounds from food industry by-products. Food Chemistry. 2022;378:131918. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2021.131918
22. Chel-Guerrero LD, Oney-Montalvo JE, Rodríguez-Buenfil IM. Phytochemical characterization of by-products of habanero pepper grown in two different types of soils from Yucatán, Mexico. Plants. 2021;10(4):779. https://doi.org/10.3390/plants10040779
23. Велямов Ш. М., Велямов М. Т., Уразбаев Ж. З., Бакытжан Т. Н., Абитбекова А. У. Функциональные компоненты питания: технология получения концентрата, содержащего ликопин, из томатного сырья. FOOD METAENGINEERING. 2025. Т. 3. № 1. С. 33–41. https://doi.org/10.37442/fme.2025.1.77
24. Toro-Uribe S, Ibañez E, Decker EA, Villamizar-Jaimes AR, López-Giraldo LJ. Food-safe process for high recovery of flavonoids from cocoa beans: Antioxidant and HPLC-DAD-ESI-MS/MS analysis. Antioxidants. 2020;9(5):364. https://doi.org/10.3390/antiox9050364
25. Cassol L, Rodrigues E, Noreña CPZ. Extracting phenolic compounds from Hibiscus sabdariffa L. calyx using microwave assisted extraction. Industrial Crops and Products. 2019;133:168–177. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2019.03.023
26. Arboleda Meija JA, Parpinello GP, Versari A, Conidi C, Cassano A. Microwave-assisted extraction and membrane-based separation of biophenols from red wine lees. Food and Bioproducts Processing. 2019;117:74–83. https://doi.org/10.1016/j.fbp.2019.06.020
27. Gerardi C, D'amico L, Migoni D, Santino A, Salomone A, et al. Strategies for reuse of skins separated from grape pomace as ingredient of functional beverages. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 2020;8:645. https://doi.org/10.3389/fbioe.2020.00645
28. Chaves JO, de Souza MC, da Silva LC, Lachos-Perez D, Torres-Mayanga PC, et al. Extraction of flavonoids from natural sources using modern techniques. Frontiers in Chemistry. 2020;8:507887. https://doi.org/10.3389/fchem.2020.507887
29. Dzah CS, Duan Y, Zhang H, Wen C, Zhang J, et al. The effects of ultrasound assisted extraction on yield, antioxidant, anticancer and antimicrobial activity of polyphenol extracts: A review. Food Bioscience. 2020;35:100547. https://doi.org/10.1016/j.fbio.2020.100547
30. Skenderidis P, Leontopoulos S, Petrotos K, Giavasis I. Optimization of vacuum microwave-assisted extraction of pomegranate fruits peels by the evaluation of extracts' phenolic content and antioxidant activity. Foods. 2020;9(11):1655. https://doi.org/10.3390/foods9111655
31. Nutter J, Fernandez MV, Jagus RJ, Agüero MV. Development of an aqueous ultrasound-assisted extraction process of bioactive compounds from beet leaves: A proposal for reducing losses and increasing biomass utilization. Journal of the Science of Food and Agriculture. 2021;101(5):1989–1997. https://doi.org/10.1002/jsfa.10815
32. Кригер О. В., Шепель Е. И. Влияние способа получения экстрактов цветков бархатцев распростертых (Tagetes patula L.) на содержание биологически активных веществ и антимикробную активность. FOOD METAENGINEERING. 2024. Т. 2. № 2. С. 22–34. https://doi.org/10.37442/fme.2024.2.49
33. Le V, Sukhikh A, Larichev T, Ivanova S, Prosekov A, et al. Isolation of the main biologically active substances and phytochemical analysis of Ginkgo biloba callus culture extracts. Molecules. 2023;28(4):1560. https://doi.org/10.3390/molecules28041560
34. Noor-E-Tabassum, Das R, Lami MS, Chakraborty AJ, Mitra S, et al. Ginkgo biloba: A treasure of functional phytochemicals with multimedicinal applications. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine. 2022;2022(1):8288818. https://doi.org/10.1155/2022/8288818
35. Krzyżanowska-Kowalczyk J, Kowalczyk M, Ponczek MB, Pecio Ł, Nowak P, et al. Pulmonaria obscura and Pulmonaria officinalis extracts as mitigators of peroxynitrite-induced oxidative stress and cyclooxygenase-2 inhibitors-in vitro and in silico studies. Molecules. 2021;26(3):631. https://doi.org/10.3390/molecules26030631
36. Dyshlyuk L, Vesnina AD, Dmitrieva AI, Kozlova OV, Prosekov AY. Optimization of parameters for obtaining callus, suspension, and root cultures of meadowsweet (Filipendula ulmaria) to isolate the largest number of biologically active substances with geroprotective properties. Brazilian Journal of Biology. 2024;84:e257074. https://doi.org/10.1590/1519-6984.257074
37. Sukhikh SA, Astakhova LA, Golubcova YuV, Lukin AA, Prosekova EA, et al. Rasshchepkin functional dairy products enriched with plant ingredients. Foods and Raw Materials. 2019;7(2):428–438. https://doi.org/10.21603/2308-4057-2019-2-428-438
38. Milentyeva IS, Fedorova AM, Larichev TA, Altshuler OG. Biologically active compounds in Scutellaria baicalensis L. callus extract: Phytochemical analysis and isolation. Foods and Raw Materials. 2023;11(1):172–186. https://doi.org/10.21603/2308-4057-2023-1-564
39. Vesnina AD, Milentyeva IS, Le VM, Fedorova AM, Altshuler OG, et al. Quercetin isolated from Hedysarum neglectum Ledeb. as a preventer of metabolic diseases. Foods and Raw Materials. 2025;13(1):192–201. https://doi.org/10.21603/2308-4057-2025-1-633
40. Bubalo MC, Vidović S, Radojčić IR, Jokić S. New perspective in extraction of plant biologically active compounds by green solvents. Food and Bioproducts Processing. 2018;109:52–73. https://doi.org/10.1016/j.fbp.2018.03.001
41. Андреева В. Ю., Калинкина Г. И., Полуэктова Т. В., Гуляева В. А. Сравнительное исследование фенольных соединений видов рода клевер (Trifolium L.) Флоры Сибири. Химия растительного сырья. 2017. № 1. С. 97–104. https://doi.org/10.14258/jcprm.2018011846